Imagerie-Gif

Conception et mise en œuvre de protocoles d’exploration cellulaire par microscopies multi-échelles et cytométrie, accompagnement et formation sur les équipements.

Site de la plateforme

Imagerie-Gif

Conception et mise en œuvre de protocoles d’exploration cellulaire par microscopies multi-échelles et cytométrie, accompagnement et formation sur les équipements.

Site de la plateforme

Imagerie-Gif

Imagerie-Gif réunit trois composantes de microscopie photonique, de microscopie électronique et de cytométrie, dédiées à l’exploration fonctionnelle du vivant au niveau moléculaire, cellulaire et tissulaire. La plateforme est adossée à l’Institut de biologie intégrative de la cellule (I2BC). Elle est également partenaire de l’infrastructure France BioImaging et partie prenante du Labex Saclay plant sciences (SPS).

Imagerie-Gif soutient la recherche académique et industrielle en proposant à la communauté scientifique un accès à des dispositifs de pointe à travers trois missions principales : la prise en charge de prestations de service pour des projets de recherche ouverts au sein des trois composantes de la plateforme, la formation des utilisateurs aux bases théoriques et à l’utilisation des appareils pour la réalisation de leur projets et enfin, la recherche et le développement de nouvelles méthodologies.

Expertises et services

Microscopie photonique :

Imagerie confocale 3D, imagerie de biosenseurs et live-imaging,
Microscopie TIRF,
Imagerie et analyse de la dynamique moléculaire par expériences de FRAP,
Imagerie des interactions moléculaires par FRET et FLIM,
Imagerie de super-résolution de type PALM, dSTORM et Lattice SIM,
Analyse d'images : déconvolution, rendus volumiques, quantifications automatisées…

Microscopie électronique :

Coloration négative,
Analyse morphologique de cellules et tissus,
Immunomarquage sur coupes en résine ou cryo-coupes,
Tomographie,
Reconstruction 3D par imagerie FIB-SEM,
Microscopie corrélative,
Analyse EDS (cartographie chimique).

Cytométrie :

Dosage d’ADN nucléaire, étude des cycles cellulaires, d’endoréplication et de ploïdie,
Suivi de l’activité génique par expression de gènes rapporteurs fluorescents,
Mesure de l’activité métabolique de la cellule par biosenseurs : flux ionique, poussée oxydative, potentiel membranaire, apoptose, activité enzymatique, endocytose...
Analyse d'immunophénotypages,
Tri de cellules animales, levures, bactéries, protoplastes et organites cellulaires,
Tri de microorganismes pathogènes en environnement L2.

Formation :

Formation pratique sur les équipements de la plateforme pour mise en autonomie,
Formation théorique et pratique sur des équipements en dehors de la plateforme,
Formation annuelle intégrant théorie et pratique dans le domaine de l’imagerie : cytométrie (3 jours), cytométrie en flux appliquée à la microbiologie (3 jours), microscopie confocale (5 jours), microscopie électronique (4 jours) et analyse d’images sur ImageJ (3 jours),
Accueil en stage d’étudiants de licence ou master,
Accompagnement de doctorants et post-doctorants.

Recherche et développement :

Adaptation de protocoles de super résolution en PALM et dSTORM,
Quantification de processus sub-cellulaires par imagerie SIM,
Développement de workflow d’acquisition et d’analyse de biosenseurs par ratiométrie, FRET et FRET-FLIM,
Reconstruction 3D en microscopie électronique : cryo-tomographie, coupes sériées et approches SEM-SBF,
Microscopie corrélative photonique et électronique,
Préparation d’échantillons pour l’analyse chimique,
Tri d’objets fluorescentes rares et tri d’organites par cytométrie en flux,
Analyse de données automatisées en cytométrie,
Imagerie et cytométrie ratiométriques.

Moyens et équipements

Microscopie photonique :

Microscope de super résolution N-STORM (Nikon),
Microscope de super résolution Elyra 7 Lattice SIM (Zeiss).
Microscope confocal rapide (spinning disk) équipé d’un TIRF azimutal, d’un module FRAP et d’un système de super résolution Live-SR (Gataca Systems),
Microscope confocal rapide (spinning disk) en environnement L2, équipé d’un TIRF azimutal et d’un module FRAP (Gataca Systems),
Microscope confocal à balayage laser blanc SP8 X inversé (Leica),
Microscope confocal à balayage SP8 droit (Leica),
Microscope confocal à balayage laser SP8 inversé (Leica),
Microscopes à épifluorescence Eclipse 80-i (Nikon), DMI 6000 motorisé (Leica) et AxioImager M2 avec Apotome (Zeiss),
Macroscope AZ100 Multizoom (Nikon) et stéréomicroscope MZ FLIII (Leica),
2 stations d’analyse d’images avec des logiciels libres (Fiji, ImageJ, Icy, Ilastik, Chimera) ou exploités sur Imagerie-Gif (Huygens, Imaris, Matlab),
Imprimante 3D Ultimaker 3.

Microscopie électronique :

Cryo-fixateur sous haute pression EMPACT2 (Leica),
3 automates de cryo-substitution AFS2 (Leica),
2 ultramicrotomes EM UC6 (Leica),
Cryo-ultramicrotome EM FC6 (Leica),
Robot d’immunomarquages (IGL),
Microscope électronique en transmission 120 kV Jeol 1400 (Jeol) équipé d’une caméra RIO9 (Ametek) avec modules EDX et détecteur STEM,
Microscope électronique à balayage Crossbeam 550 (Zeiss) équipé d’une colonne ionique (FIB-SEM) pour la reconstruction 3D d’échantillons inclus en résine.

Cytométrie :

Laboratoire de cytométrie,
Analyseur CytoFLEX-S (Beckman Coulter) avec 4 lasers, 13 paramètres d’analyse de fluorescence, FSC (forward scatter) et SSC (side scatter),
Trieur MoFlo Astrios (Beckman Coulter) avec 5 lasers, 22 paramètres d’analyse de fluorescence, FSC et SSC, tri sur 1 à 6 voies et sur plaques de 6 à plus de 96 puits,
Trieur CytoFLEX SRT (Beckman Coulter) en environnement L2, avec 2 laser, 6 paramètres d’analyse de fluorescence, FSC et SSC, tri sur 1 à 4 voies et sur plaques de 6 à plus de 96 puits.

<hr>Reconstruction 3D d’un autophagosome (en jaune) et du réticulum endoplasmique (en bleu). Acquisition SBF-SEM et modélisation 3dmod.

<hr>Sections de cerveau de souris inclus en résine Epon après cryo-fixation sous haute pression.

<hr>Reconstruction 3D d’une glande sécrétrice de plante carnivore permettant la visualisation des parois cellulaires et des vacuoles.

<hr>Cellules sécrétrices des glandes la plante carnivore Dionaea muscipula. Vacuoles en rouge, parois en vert et cytoplasme en bleu.

<hr>Observation de la répartition de la chlorophylle dans une coupe de tige de hêtre © R. Le Bars.

<hr>Localisation de Ku70 (en vert) et H2AX (en rouge) dans le noyaux de cellules U2OS (en bleu). © R. Le Bars.

<hr>Liposomes observés en cryo-microscopie électronique.

<hr>Bactériophage observé en coloration négative.

<hr>Coupe de racine d’Arabidopsis thaliana exprimant la protéine ATG8-GFP reconstituée par microscopie corrélative.

<hr>Equipements mis à disposition des utilisateurs autonomes.

<hr>Formation dans le cadre de CNRS Formation Entreprises.

Comment soumettre un projet ?

Le fonctionnement et les conditions d’utilisation de la plateforme Imagerie-Gif sont détaillées sur son site internet. Pour soumettre un projet, vous pouvez contacter le responsable de la composante de la plateforme qui vous intéresse. Un rendez-vous vous sera proposé pour mieux comprendre votre besoin et vous exposer plusieurs solutions d’accompagnement, selon les protocoles les plus adaptés à la demande.

Avant toute formation ou prestation, vous devrez remplir un formulaire pour valider la prestation, les modalités d’accès et les conditions d’utilisation des ressources de la plateforme. Vous pourrez alors effectuer vos réservations sur un site internet dédié et disposerez d’un accès confidentiel aux données générées sur Imagerie-Gif. En contrepartie, la contribution de la plateforme devra être mentionnée lors de toutes vos actions et dans tous vos supports de communication.

Exemple d'utilisation

Comprendre la dynamique de la compartimentation cellulaire

Identifier, caractériser et mesurer les compartiments cellulaires sont les crédos d’Imagerie-Gif pour explorer la cellule. Au cours de ses projets, la plateforme a apporté de nombreuses briques à la compréhension du vivant : identification de compartiments autophagiques par microscopie corrélative dans des cellules animales ou végétales, caractérisation de la répartition cellulaire des corps de Negri et de leur nature liquide au cours des différents stades d’infection par le virus de la rage, mesure et analyse de la taille du génome de plusieurs espèces de vanille, reconstruction en 3D des compartiments cellulaires...

Les travaux de la plateforme ont notamment permis de dévoiler un nouveau concept de modulation de l’ADN dans le noyau et de mettre en évidence des stratégies originales de compartimentation cellulaire par séparation de phase.

Pour en savoir plus : Brown C.B. et al. (2017). DNA remodeling by strict partial endoreplication in orchids, an original process in the plant kingdom. Genome Biology and Evolution, 9(4):1051-1071.

Contact

Imagerie-Gif
I2BC, UMS9198 CNRS
1 avenue de la Terrasse
91198 Gif-sur-Yvette
Région : Île-de-France+33 (0)1 69 82 46 40
imagerie@i2bc.paris-saclay.fr
Site de la plateforme